À quoi sert une chambre d'élevage d'insectes ?

L'élevage d'insectes fait partie de l'histoire de l'humanité depuis des siècles. Par exemple, en Europe, on trouve des exemples de sériciculture — c'est-à-dire d'élevage de vers à soie — depuis le Moyen Âge, tandis qu'en Chine, cette pratique est connue depuis au moins 5 000 ans !

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Aujourd'hui, l'élevage d'insectes joue un rôle très important dans la recherche, et la science moderne a développé des outils de plus en plus efficaces à cette fin, tels que la chambre d'élevage d'insectes.

Voyons voir de quoi il est composé.

À quoi sert l'élevage d'insectes ?

Mais avant tout : quel est l'intérêt d' élever des insectes ?

L'élevage d'insectes a traditionnellement joué un rôle important dans la production et la transformation des matières premières. On peut citer, par exemple, l'élevage du ver à soie pour la production de soie ou l'apiculture pour la production de miel. 

Ces dernières années, cependant, l'élevage d'insectes a également servi à d'autres fins.

L’élevage d’insectes à des fins alimentaires, par exemple, est une des pistes explorées pour relever les nouveaux défis écologiques. Les insectes peuvent servir à nourrir le bétail, les animaux de compagnie et même les humains.

Enfin, l'élevage d'insectes contribue également à la recherche scientifique. Certains petits insectes sont parfaitement adaptés à l'étude du génome humain. Parmi eux, Drosophila melanogaster, aussi appelée mouche du vinaigre. Son génome est suffisamment similaire au nôtre pour que son séquençage soit utile à la compréhension des fonctions de chaque gène et protéine. Nous en avons déjà parlé ici.

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Comment fonctionne la chambre d'élevage d'insectes

Nous savons que l'élevage d'insectes existe depuis l'aube de la civilisation humaine. Aujourd'hui encore, les méthodes traditionnelles sont largement utilisées dans le monde entier pour les cultures intensives.

Toutefois, notamment à des fins de recherche, il peut être utile d'élever des insectes en utilisant de nouvelles technologies qui garantissent précision et fiabilité et ne nécessitent pas de grands espaces naturels.

C'est à cela que servent les chambres d'élevage d'insectes.

Les chambres d'élevage d'insectes sont des instruments de laboratoire spécialement conçus pour l'élevage de petits insectes, mais aussi de plantes, de cultures bactériennes et de micro-organismes en général.

La chambre d'élevage d'insectes peut avoir différentes dimensions selon l'usage qu'on veut en faire, mais certaines caractéristiques sont nécessaires à son fonctionnement.

Avant tout, il faut créer un environnement isolé de l'extérieur. Les chambres d'élevage d'insectes font partie de la catégorie plus large des chambres climatiques, c'est-à-dire des chambres dans lesquelles il est possible de créer des conditions environnementales extrêmement précises qui, dans ce cas précis, sont favorables à l'élevage d'insectes.

Par conséquent, une chambre d'élevage d'insectes doit disposer d'un moyen de réguler trois paramètres environnementaux fondamentaux : la température, l'humidité relative et l'éclairage. 

Chacun de ces éléments est essentiel à l'élevage de diverses espèces d'insectes, y compris les mouches des fruits mentionnées précédemment.

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La chambre d'élevage d'insectes FDM

Depuis plus de 70 ans, FDM – Environmental Makers conçoit des chambres climatiques pour la recherche scientifique et la sécurité des produits et des matériaux.

Nos chambres d'élevage d'insectes, également appelées chambres de croissance ou chambres d'éclairage, sont disponibles en différents modèles pour répondre à tous les besoins. Chaque chambre d'élevage d'insectes FDM est équipée de régulateurs de température et d'humidité relative de haute précision, ainsi que de divers systèmes d'éclairage adaptés à différents usages. Ces lampes d'élevage d'insectes sont appelées BioLamp.

Pour toute question ou préoccupation supplémentaire, n'hésitez pas à nous contacter.

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Normes de référence

• EPA OCSPP 712-C-96-280 — Lignes directrices pour les essais des propriétés des produits : Insectes d'essai, méthodes d'élevage et d'exposition des insectes de référence de l'EPA.
• OCDE 213 — Abeilles : Test de toxicité orale aiguë, protocole international pour la toxicité aiguë sur Apis mellifera.
• OCDE 237 — Test de toxicité larvaire de l'abeille domestique (Apis Mellifera), méthode d'exposition unique chronique.
• ASTM E1963 — Guide standard pour la réalisation d'études de dissipation sur le terrain, applicable aux évaluations de l'efficacité des pesticides.
• ISO 22030 — Qualité des sols : Méthodes biologiques, toxicité chronique chez les plantes supérieures et essais connexes sur les invertébrés terrestres.
• OCDE 222 — Test de reproduction des vers de terre (Eisenia fetida/Eisenia andrei), test écotoxicologique standardisé.

Sources faisant autorité

• EPA – Agence américaine de protection de l'environnement. Publie les lignes directrices d'essai OCSPP pour les produits agrochimiques et les biocides.
• Lignes directrices de l'OCDE pour les essais. Lignes directrices internationales de l'OCDE pour les essais de produits chimiques et de pesticides.
• IOBC-WPRS – Organisation internationale de lutte biologique. Référence scientifique pour la gestion intégrée des ravageurs et l'élevage d'insectes auxiliaires.

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Questions fréquentes concernant la chambre d'élevage d'insectes

Quelles espèces standard sont élevées ?

Les espèces de référence pour l'écotoxicologie réglementée sont définies par l'EPA et l'OCDE. Apis mellifera (abeille domestique) : tests OCDE 213/214/237 pour les produits agrochimiques, élevage en ruches standard à 5 cadres avec des reines Buckfast ou Carnica sélectionnées. Drosophila melanogaster : génétique moléculaire, pharmacologie, vieillissement, conditions : 25 °C / 60 % RH / 12 h de lumière : 12 h d'obscurité, substrat : gélose à la farine de maïs. Tribolium castaneum : test de ravageur des denrées stockées pour les céréales et la farine, 30 °C / 70 % RH / obscurité complète, sur farine de blé entier. Spodoptera frugiperda/littoralis : tests de lépidoptères pour les insecticides agricoles, élevage sur un régime artificiel Poitout. Plutella xylostella : résistance aux insecticides chez les Brassicacées. Bombyx mori : recherche et pathologie du ver à soie. Nasonia vitripennis : espèce parasitoïde de référence pour la lutte biologique. Chaque espèce nécessite une souche certifiée (Carolina Biological, Insect Rearing Companies) avec une identité génétique validée, une absence de pathologies (Nosema, CPV) et un historique de reproduction documenté de >= 20 générations pour la stabilité phénotypique.

Photopériode et humidité standard ?

Les conditions environnementales standardisées d'élevage sont spécifiques à chaque espèce. Paramètres typiques : Larves d' Apis mellifera: 34 °C / 94 % RH / obscurité (conditions similaires à celles d'un incubateur), adultes : 25-28 °C / 55-65 % RH. Drosophila: 25 ± 1 °C / 60 ± 5 % RH / 12 h de lumière : 12 h d'obscurité, intensité lumineuse de 1 000 à 3 000 lux. Lépidoptères nocturnes (Spodoptera, Heliothis) : 26 °C / 75 % HR / 16 h de lumière : 8 h d'obscurité, scotophase marquée. Insectes diurnes des cultures (Pieris, Plutella) : 22-25 °C / 70 % RH / 16 de RH . h  : 8 h d'obscurité Tribolium stocké : 30 °C / 70 % RH / 0 h de lumière : 24 h d'obscurité (sensible à la lumière). Une humidité élevée (65-85 % RH) est essentielle pour prévenir la déshydratation des œufs et des juvéniles, mais doit être équilibrée afin d'éviter la prolifération de champignons pathogènes (Beauveria, Metarhiziumrhet d'acariens (Tyrophagus). La photopériode régule la diapause induite, la synchronisation de l'accouplement et les rythmes circadiens. La chambre d'élevage doit fournir des sources lumineuses au spectre similaire à celui de la lumière naturelle (LED RVB ou tubes fluorescents T5 à 5 000-6 500 K), en évitant un excès d'UV-A, potentiellement mortel pour les espèces sensibles.

Comment est structurée une étude DL50 ?

Le test de toxicité aiguë DL50, selon les normes OCDE 213 (voie orale) ou OCDE 214 (contact), détermine la dose létale pour 50 % de la population exposée. Procédure standard : (1) prélèvement de jeunes abeilles (1 à 14 jours) issues de colonies saines et documentées ; (2) anesthésie brève au CO2 pour la manipulation ; (3) mise en cage par groupes de 10 dans des cages Liebefeld, 3 répétitions par dose ; (4) exposition à 5 à 7 doses géométriques (facteur 2) + solution témoin négative + témoin positif (diméthoate à DL50 connue) ; (5) observation de la mortalité à 4, 24, 48 et 72 h ; (6) alimentation ad libitum avec une solution de sucre à 50 % ; (7) analyse probit ou binomiale pour le calcul de la DL50 avec un intervalle de confiance à 95 %. La validité du test exige : une mortalité du groupe témoin inférieure à 10 % et une DL50 du diméthoate (témoin positif) dans la plage attendue (0,10 à 0,35 µg de matière active/abeille par voie orale). La chambre climatique doit maintenir 25 ± 2 °C, RH et être plongée dans l’obscurité (ou sous lumière rouge pour les observations) pendant au moins 96 heures. L’accès de l’opérateur doit être limité afin d’éviter toute perturbation. Le règlement (UE) n° 1107/2009 exige la détermination de la DL50 pour l’enregistrement de chaque nouvelle substance active et de ses métabolites, avec une extension récente aux données d’exposition chronique (norme OCDE 245).

Intégration avec les pollinisateurs ?

L'étude des pollinisateurs non-Apis est de plus en plus demandée : Bombus terrestris (bourdon terrestre) – test EFSA dédié (2021), colonie standard avec reine et 40 à 80 ouvrières, conditions : 25 °C / 60 % RH obscurité ; Osmia bicornis (abeille solitaire) – projet de test OCDE (2022), nids artificiels avec cocons hivernés ; Megachile rotundata – abeille coupeuse de feuilles standard pour la pollinisation de la luzerne ; Syrphidae (mouches pollinisatrices) – protocoles en cours d'élaboration à l'IOBC. Les recherches sur les effets sublétaux ont conduit à de nouveaux protocoles : tests de navigation avec marquage RFID, apprentissage du réflexe d'extension de la trompe (RET), immunomodulation avec quantification des hémocytes et étude du microbiome intestinal. Les chambres dédiées à l'exposition à l'échelle de la colonie (tentes, cages, laboratoires de terrain, semi-terrain, conformes à la norme OCDE 213 étendue) nécessitent des volumes de 50 à 500 m³, une photopériode naturelle simulée et la possibilité de fournir des plantes (colza, phacélie) pour un butinage réaliste. Budget d'investissement : 100 000 à 500 000 €, durée de l'étude : 4 à 12 semaines, conformément au règlement européen relatif aux lignes directrices apicoles de 2013 (actuellement en cours de révision pour 2024).